Консервированный планктон

Методы сбора и орудия лова фитопланктона

В последнее время гидробиологами довольно редко используется метод сетяного лова, который предназначен для отбора качественных проб фитопланктона всех категорий, кроме наннопланктона. Однако в некоторых случаях он остается наиболее эффективным, особенно когда тот или иной вид представлен в незначительном количестве и может быть собран только в результате процеживания большого объема воды. Для выявления видового состава фитопланктона лучше использовать планктонную сеть Джеди, изготовленную из очень мелкого (№70 и ещё больших размеров) мельничного сита шёлковой или капроновой нити. Материал, отобранный сетью, может быть просмотрен в живом состояние в полевых условиях.

Одинаково применим для качественного и количественного сбора батометрический метод отбора проб фитопланктона. Системы существующих батометров весьма разнообразны. Почти все конструкции и их описания приведены в монографии И. А. Киселёва. Опыт работы показал, что батометры типа батометра Руттнера малопригодны для сбора проб фитопланктона, так как, погружаясь в водоём, они своим нижним диском разбивают поверхностную плёнку и перемешивают организмы водной толщи в районе действия прибора.. Необходимо пользоваться приборами, у которых при погружении обе створки находятся в вертикальном положении и не мешают вырезанию определённого столба воды.


Наиболее прост в изготовлении и удобен в работе батометр А. В. Францева. Его способность вырезать метровый слой жидкости особенно ценна при исследовании вертикального распределения водорослей. При комплексных работах, когда необходимо получить одновременно воду для биологического и химического анализов, следует применять батометры большего рабочего объёма. К таким приборам относится планктобагометр ДК (Дьяченко — Кожевниковой), ёмкость которого у большой модели равна 10, а у малой — 5л. Ещё более удобен батометр Молчанова ГР-18. Он предназначен для взятия проб воды с различных глубин водоема и одновременного измерения температуры воды исследуемого слоя (от 1 до 40 °С). Батометр ГР-18 имеет два цилиндра из органического стекла, емкость которых не менее 4л.

В быстротекущих водах отбор проб этими приборами осложнён из-за эффекта сноса. Для таких водоёмов применяются батометры Жуковского или Фридингера, а также батометр сконструированный Яагом, Амбюлем и Циммерманом. В воду батометры указанных конструкций опускаются с открытыми горизонтально крышками; вода при этом свободно проходит насквозь.


Методы обработки фитопланктона

Методы сгущения и консервации фитопланктона

Наиболее распространёнными методами консервирования планктона являются седиментация и фильтрация пробы воды через мелкопористые мембранные фильтры. Седиментационный (осадочный, или остаточный) метод, предложенный Р. Г. Гринбергом ещё в 1915г. и модифицированный П. И. Усачёвым, распространён и в настоящее время. Метод заключается в отстаивании законсервированной исследуемой пробы воды в тёмном прохладном месте. Объём пробы зависит от степени развития фитопланктона; обычно он составляет 0,5л, а для олиготрофных водоёмов — 1л. Исследователи предлагают разные сроки отстаивания пробы. По нашему мнению, следует отстаивать пробу не менее 10 дней.

Для фиксации проб отдельными гидробиологами до сих пор применяется формалин, но он разрушает нежные флагеллаты и не ликвидирует газовые вакуоли у синезелёных, что мешает их осаждению. Уже в 1926г. Усачёвым было предложено перейти на фиксацию проб йодистым калием. Позднее Утермель рекомендовал рецепт ещё одного фиксатора, трёх капель которого вполне достаточно для фиксации 100мл планктонной пробы. На основании этого раствора в Институте биологии внутренних проб РАН разработан фиксатор, состоящий из двух растворов:

Раствор I Раствор II     Раствор III

Kl -10г Хромовая кислота 1%-ная — 5см3

H2 O   -50см3 Ледяная уксусная кислота — 10 см3


I  -5г      Формалин 40%-ный — 80см3

Оба раствора сливаются и хранятся в тёмном месте. При применении йодных фиксаторов в клетках водорослей хорошо обнаруживаются пиреноиды, жгутики, окрашивается слизь, исчезают вакуоли у большинства имеющих их синезелёных. Наличие формалина в составе консерванта, позволяет хранить пробу длительное время. Фиксированная проба после отстаивания концентрируется отсасыванием воды с помощью трубки-сифона с загнутым на 2см вверх концом, затянутым газом №№ 70-76 или с помощью устройства для автоматического консервирования фитопланктонных проб, предложенного А. Ф. Крахмальным. Устройство состоит из двух расположенных на разных уровнях штативов (на верхний штатив устанавливается сосуд с концентрируемой водой, на нижний — мерный цилиндр, в который отсасывается вода), сифона, трубок, двух вентилей (обычного и соленоидного) и следующего устройства. Это устройство позволяет создать стандартные условия концентрирования, а также отрегулировать скорость отсасывания воды таким образом, чтобы исключить возможность попадания в фильтрат мелких видов фитопланктона.

После отсасывания остаток пробы в 30 -80 мл переливают в склянку (типа аптечной плевательницы). Туда же сливают воду после ополаскивания стенок сосуда, в котором происходило осаждение.

Широкое применение в гидробиологии получил метод мембранной фильтрации, который способствует быстрой концентрации проб и даёт возможность просматривать фитопланктон в живом состоянии.
br /> ечественное производство мембранных фильтров было начато в 1931 – 1932 гг. экспериментальной фабрикой ультрафильтров Министерства коммунального хозяйства РСФСР (Мытищи). Для сгущения фитопланктона пригодны фильтры №6 и №5 с диаметром пор 2-5 мкм и 1,2 мкм соответственно. Фильтр №6 рекомендуется использовать как предварительный при обильных пробах для ускорения процесса фильтрации, а также для разделения крупноразмерной и мелкоразмерной фракции фитопланктона. После фильтрации на фильтре №6 полученный фильтрат, содержащий вторую фракцию, следует пропустить повторно через фильтр №5.

В 80-х годах был налажен выпуск мембранных фильтров «Владипор» Казанским производственным объединением «Тасма» им. В. В. Куйбышева, из которых для концентрирования фитопланктона пригоден фильтр «10 с диаметром пор около 1мкм. В упаковках имеются фильтры-подложки войлочного типа, на которые укладывается сам мембранный фильтр, что предотвращает его разрыв и способствует равномерному распределению осадка. В нашей стране получили распространение также чешские фильтры марки «Сынпор-2» с диаметром пор 1,2мкм.

Сухие фильтры содержат в своих порах воздух, который закупоривает их и затрудняет фильтрацию. Для удаления воздуха фильтры нужно прокипятить в дистиллированной воде в течение 20-ЗОмин. Воду следует нагревать медленно, а кипячение должно быть спокойным, так как при бурном нагревании и кипячении фильтры скручиваются и становятся непригодными к употреблению. Кроме того, для удаления воздуха из пор фильтров можно рекомендовать длительное содержание фильтров в дистиллированной воде (перед помещением их на такое хранение фильтры необходимо несколько раз промыть в дистиллированной воде).


Фильтрацию проводят под вакуумом в воронке с пористым или сетчатым дном, на которое укладывают мембранный фильтр. Воронку укрепляют на колбе Бунзена, которую через верхний тубус шлангом соединяют с вакуумным насосом. Возможно соединение нескольких воронок одной трубкой или системой гибких шлангов, что позволяет фильтровать сразу несколько проб.

И. М. Балонов предложил портативный прибор, очень удобный в экспедиционных условиях, где колба Бунзена заменена дюралевым стаканом, в котором при транспортировке переворачивается и фиксируется модифицированная фильтрационная воронка из органического стекла. Для создания вакуума он использует насос от мотороллера или велосипеда. Масса прибора вместе с насосом 1260 г, а размеры в собранном виде 233*94 мм.

Пробу фильтруют до определенного объема, оставляя над фильтром столбик воды высотой 1 см, или до момента, когда воды над осадком уже нет, но фильтр еще остается влажным. Затем планктон осторожно смывают с фильтра мягкой кисточкой и просчитывают в счетной камере. желательно сразу после фильтрации просмотреть живой материал, что позволяет не только обнаружить новые формы водорослей, но и живую пробу, фильтр помещают в пенициллиновую склянку объемом 20 мл, заливают 5-10 мл фильтрата и консервируют до слабо – желтого цвета. В этом случае за 30 мин до фильтрации можно провести предварительную консервацию пробы несколькими каплями фиксатора, что предотвратит деформацию проб на фильтре, которая может иметь место при фильтрации живой пробы.


Оценка точности осадочного и фильтрационного методов, проведенная К. А. Гусевой, показала, что довольно близкие результаты с отстойным концентрированием получаются только в случае двойной фильтрации пробы. Причина состоит в том, что при обильных пробах только такая двойная фильтрация обеспечивает равномерное распределение отфильтрованных водорослей по площади фильтра. при одноразовой фильтрации происходит сбивание организмов фитопланктона в кучи или даже склеивание их на фильтре. поэтому результаты подсчета фитопланктона непосредственно на таких фильтрах (особенно при большом увеличении микроскопа) обычно выше результатов, полученных с помощью отстойного метода.

Несмотря на определенные достоинства метода мембранной фильтрации (Это прежде всего возможность анализа живого материала, а также быстрота сгущения проб при малом исходном объеме) многие гидробиологи предпочитают использовать отстойный метод как более простой и не требующий специальных установок.

Изучать организмы в живом состоянии можно и в случае применения метода центрифугирования, который позволяет быстро осадить водоросли. Однако применять его при количественном учете фитопланктона не следует, так как центрифуга не осаждает синезеленые водоросли, содержащие вакуоли, и организмы с меньшей плотностью чем вода.


Этикетирование проб

Каждая проба снабжается этикеткой, на которой указывают название водного объекта, номер станции, глубину, орудие лова, дату сбора. Этикетка пишется на пергаментной бумаге твердым карандашом или шариковой ручкой и вкладывается под прокладку крышки. Для этикеток удобно использовать лейкопластырь, кусочки которого наклеивают на банку или крышку, а затем подписывают мягким карандашом или ручкой. Иногда на этикетке ставится просто номер, который соответствует номеру записанному в журнале или полевом дневнике. В дневник вносятся дополнительные сведения о погоде, температуре, цветности, прозрачности воды, глубине станции, визуальные наблюдения о качестве воды и т.д.

Камерная обработка фитопланктона

Метод прямого микроскопирования является самым трудоёмким, но пока единственным методом, позволяющим точно идентифицировать виды, получить их размерные характеристики, определить физиологическое состояние и подсчитать численность. Определение качественного состава фитопланктона следует проводить до вида по наиболее широко применяемым определителям. Кроме того, нужно учитывать новые данные по таксономии и систематике, публикуемые в специальной литературе, в частности в ежегоднике «Новости систематики низших растений», «Ботаническом журнале». При этом всегда необходимо указывать источник, по которому проведено определение вида.


Методы подсчёта водорослей планктона

Для количественной обработки фитопланктона удобны счетные камеры «Учинская» или «Нажотга» объёмом 0,01; 0,02 и 0,05 см3. Процесс подсчета очень трудоёмок и требует большой тщательности. Существенным моментом является наполнение камеры, перед которым проба тщательно перемешивается продуванием воздуха через капилляр с входным отверстием не менее 2 мм. Этим же капилляром вносится одна — две капли фильтрата, и камеру быстро закрывают покровным стеклом. Пробе дают осесть в течение нескольких минут.

Второй важный момент — это количество просчитанных полос. К. А. Гусева считает, что в камере объёмом 0,05 мл при количестве водорослей несколько сотен и десятков тысяч в 1 мл можно ограничиться просчётом двух полос из 40 имеющихся в ней, при нескольких тысячах клеток в 1 мл необходимо просчитать всю камеру. В камере же объёмом 0,01 мл только при количестве нескольких сот тысяч можно просчитать две полосы, при нескольких десятках тысяч — пять полос и при нескольких тысячах — всю камеру. Г. В. Кузьмин советует просчитывать каждую пятую полосу указанных камер, а при высокой численности — каждую десятую. Определение численности водорослей лучше проводить в камерах разных объёмов. Так, крупные и колониальные формы планктона просчитывают в камерах большего размера (не менее 0,05 — 0,1 см3), для остальных видов подходят и более мелкие (0,01 и 0,02 см3).

За счётную единицу следует принимать клетку. Пересчёт общей численности производится по формуле:


Консервированный планктон

Где N — число клеток в 1 л воды исследуемого водного объекта; n — число клеток, обнаруженных в просчитанных полосах камеры; v1 — объём концентрата пробы, см3; V2 — объём воды в просчитанных полосах камеры, см3; V3 — объём профильтрованной пробы, см3.



biofile.ru

Источник: zdesriba.online


Categories: Насадки

Добавить комментарий

Ваш e-mail не будет опубликован. Обязательные поля помечены *

Этот сайт использует Akismet для борьбы со спамом. Узнайте как обрабатываются ваши данные комментариев.